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INTRODUCCIÓN

Los modelos animales desempeñan un papel importante en el desarrollo de fármacos y en los estudios de los mecanismos biológicos moleculares. Históricamente, el modelo de cáncer de piel inducido por el alquitrán de hulla en el conejo desencadenó el desarrollo de un modelo de ratón inducido por carcinógenos. Se han establecido varios modelos animales como herramienta de evaluación para la predicción de carcinógenos y la investigación de los mecanismos carcinogénicos (1). Sin embargo, el enfoque de utilizar la exposición crónica a un carcinógeno requiere mucho tiempo y es caro, lo que limita su aplicación en el desarrollo de fármacos. No obstante, los modelos de ratón siguen siendo más atractivos que los modelos de animales grandes por su bajo coste, su facilidad de manejo y su información genética conocida (2). Más recientemente, se ha desarrollado un modelo de ratón singénico inyectado con líneas celulares murinas (3). Las ventajas de este modelo son la reproducibilidad, la capacidad de inducir fácilmente varios tipos de tumores y la inmunocompetencia. Por otro lado, este modelo suele mostrar una respuesta diferente en comparación con los resultados de los ensayos in vitro en células cancerosas humanas. Para superar este inconveniente, el Instituto Nacional del Cáncer (NCI) utilizó un método en el que se inyectan células cancerosas humanas en un ratón inmunodeficiente. Se desarrolló una batería de modelos de xenoinjertos a partir de ocho líneas celulares de cáncer diferentes del NCI (cerebro, colon, leucemia, pulmón, melanoma, ovario, próstata y renal). Además, se han establecido varios métodos de generación de modelos de ratón para la evaluación de la eficacia y la toxicidad de nuevos fármacos. Uno de ellos es el modelo de ratón genéticamente modificado (GEMM), que es un método avanzado para evaluar los mecanismos de carcinogénesis y la resistencia a los fármacos (4). Para el modelo GEMM se utilizan ratones inmunocompetentes, similares a un modelo singénico. Así, este modelo permite la aplicación del desarrollo de adyuvantes inmunológicos para el cáncer. Además, este modelo es útil para dilucidar procesos biológicos e investigar las células tumorales y su microambiente, pero es muy caro, heterogéneo y complicado. Además, la frecuencia, el desarrollo y el crecimiento del tumor no coinciden en el modelo GEMM (4-7). Muchos investigadores han ideado una estrategia de evaluación preclínica para determinar el potencial terapéutico e imitar el entorno tumoral humano. Además del modelo GEMM, los modelos de xenoinjerto in vivo utilizan ratones atímicos desnudos y ratones con inmunodeficiencia combinada grave (SCID) para implantar las células cancerosas humanas o el tejido tumoral del paciente en la investigación traslacional para los ensayos clínicos (8,9). En esta revisión, los tipos y características de los modelos de xenoinjertos tumorales se centran en su uso para el desarrollo de fármacos contra el cáncer.

Modelo de xenoinjerto tumoral ectópico. Generalmente, las células cancerosas humanas se inyectan por vía subcutánea en la pata trasera o en la espalda de los ratones (Fig. 1A). En un modelo de xenoinjerto tumoral ectópico (modelo ectópico), el lugar de trasplante es diferente del origen de las células cultivadas. El modelo ectópico es el modelo estándar de cáncer utilizado para la validación y evaluación en los estudios oncológicos. Tras el establecimiento de líneas celulares de cáncer para el cribado anticanceroso en el NCI, se desarrollaron modelos de xenoinjerto derivados de estas líneas celulares. Se utilizaron sesenta líneas celulares derivadas de ocho órganos para el establecimiento de modelos de xenoinjertos y se informó sobre el tiempo de duplicación del tumor y la tasa de tumorigenicidad (1). En la Tabla 1, en las líneas celulares de cáncer humano, la tasa de toma reproducible del modelo de xenoinjerto fue superior al 90%. Para la evaluación de los compuestos principales obtenidos a partir de un ensayo de cribado in vitro, este modelo demostró que las mismas células cancerosas pueden ser útiles y predictivas, lo cual es útil para la selección de un compuesto canceroso aplicable para su traslación al ensayo clínico.

Debido a que un modelo ectópico puede utilizarse para monitorizar la tumorigenicidad y el crecimiento del tumor fácilmente, muchos investigadores han utilizado este modelo para la evaluación de la eficacia anticancerígena (10-12). El volumen del tumor (V) se calcula a partir de la mayor longitud y la menor longitud del tumor (Ecuación1). A partir de varios parámetros basados en estos datos, se puede evaluar la actividad anticancerosa. Se utilizó la relación entre el grupo tratado (T) y el grupo de control (C) (porcentaje óptimo T/C), el retraso del crecimiento tumoral y la regresión tumoral (13-15). Se determinaron las muertes relacionadas con el fármaco (DRD) y el cambio de peso corporal como parámetros de toxicidad. La DRD fue la presunta muerte de animales en un plazo de 15 días, y la pérdida de más del 20% del peso corporal de los ratones tratados en comparación con el control se consideró un efecto adverso.

Estos parámetros ayudan a extraer el compuesto principal del cribado de fármacos. Ocasionalmente, la respuesta a los fármacos en función de los tipos de cáncer podría compararse sin diferencias individuales, ya que dos tipos de células cancerosas podrían trasplantarse espontáneamente en el mismo ratón y los dos tumores pueden mostrar diferencias de crecimiento (16). Además, el modelo ectópico es muy reproducible, homogéneo y fácil de utilizar.

Sin embargo, no todos los tumores pueden utilizarse como herramienta de evaluación porque algunos tumores muestran necrosis durante la tumorigenicidad y algunos tumores no son sólidos (insustanciales). Los ratones inmunodeprimidos que se utilizan para hacer modelos animales representan un microambiente diferente al del cáncer humano. Por lo tanto, la evaluación de la invasión y la metástasis es limitada en este modelo.

Modelo de xenoinjerto tumoral ortotópico. Se han desarrollado modelos alternativos para evaluar la sensibilidad del tumor. El modelo de xenoinjerto tumoral ortotópico (modelo ortotópico) es una herramienta avanzada, pero se basa en un microambiente murino inmunosupresor. En el modelo ortotópico, las células cancerosas humanas se trasplantan en el mismo lugar de origen del tumor. Por ejemplo, para el modelo ortotópico se inyectaron directamente células cancerosas de pulmón en el pulmón del ratón (Fig. 1B). En este modelo, se requiere un experto bien entrenado con habilidades quirúrgicas para asegurar la reproducibilidad. La tasa de toma de tumorigenicidad es difícil de calcular porque casi todos los tumores, excepto el melanoma, son invisibles a simple vista. Además, los modelos ortotópicos están limitados a la medición del crecimiento del tumor sin sacrificio, a diferencia de los modelos ectópicos subcutáneos. Hasta la fecha, la imagen es el método elegido para controlar la progresión de los tumores en crecimiento en los modelos ortotópicos. Actualmente, los modelos ortotópicos con líneas celulares de cáncer que expresan fluorescencia o luciferasa se observan mediante imágenes ópticas, tomografía computarizada (TC) o resonancia magnética (RM) (17). Para evaluar la carcinogénesis y determinar el crecimiento del tumor sin sacrificio, se requiere un equipo costoso, por lo que la disponibilidad de este modelo es limitada. Sin embargo, este modelo es clínicamente relevante para el proceso de progresión similar al del paciente (por ejemplo, la invasión). Según el informe de Ho y sus colegas, los tumores ortotópicos muestran un crecimiento tumoral más rápido en la fase inicial, angiogénesis e hiperpermeabilidad de los vasos sanguíneos en comparación con los tumores ectópicos (18). En algunos tipos de cáncer también se observaron metástasis. Por ejemplo, el modelo de implante de tumor ortotópico de almohadilla de grasa mamaria es también un buen modelo para el cáncer de mama. En este modelo, las metástasis tumorales espontáneas se asemejan a la progresión natural del cáncer de mama humano (19). Por lo tanto, la actividad anticancerosa y la inhibición de la metástasis podrían evaluarse en el mismo modelo. El modelo de metástasis se describe a continuación en detalle.

Modelo de cáncer metastásico. Los tumores que se forman localmente por la exposición a los rayos ultravioleta, la radiación ionizante y los carcinógenos circulan dentro de los vasos y los ganglios linfáticos a través de la invasión, causando metástasis (cáncer secundario) en sitios que son susceptibles de invasión. Según la hipótesis de la semilla y el suelo de Paget, la célula cancerosa primaria (semilla) inicia la metástasis en un entorno adecuado (suelo) como el pulmón, el hígado, el hueso, la linfa y el cerebro (20). Las investigaciones recientes han impulsado el desarrollo de inhibidores de la metástasis y fármacos preventivos basados en estudios de los mecanismos de la metástasis, pero no ha habido una herramienta de evaluación preclínica que defina las directrices para aprobar un ensayo clínico.

Para el establecimiento de un modelo de metástasis, se han desarrollado varios métodos y hay dos tipos de modelos de xenoinjertos humanos. En primer lugar, en el trasplante ortotópico, las células tumorales trasplantadas dan lugar al tumor primario, se extirpa el tumor y luego se observa la metástasis. Por ejemplo, se trasplantaron células de melanoma WM239 en ratones con inmunodeficiencia combinada severa (SCID) y se aisló el tumor primario después de 4 semanas. A continuación, se observó una metástasis pulmonar (21). El modelo ortotópico se realizó a partir de células de cáncer de próstata (DU145), y el ganglio linfático extirpado se cultivó y las células tumorales aisladas se reinyectaron en ratones para obtener un modelo de metástasis (22). En segundo lugar, se inyectaron células cancerosas por vía intravenosa en ratones nude (Fig. 1C) o SCID, donde circularon como células madre cancerosas y desencadenaron la metástasis (23). Este modelo se genera más rápidamente que el anterior. En el híbrido de los modelos ectópico y ortotópico, se inyectan por vía subcutánea células HT- 29 que expresan fluorescencia (cáncer de colon humano) en el sitio ectópico y se trasplantan varios trozos de tumores derivados de células HT-29 en el colon, y luego se observa la metástasis (24). En general, es más fácil obtener un modelo de metástasis en ratones SCID que en ratones nude. Dado que la metástasis, al igual que en el modelo ortotópico, es difícil de observar en apariencia, excepto en el caso del cáncer de piel (25), se utilizaron líneas celulares modificadas genéticamente (células fluorescentes (24) o que expresan luciferasa (26)) y se monitorizaron utilizando imágenes ópticas in vivo. Con frecuencia, este modelo se aplica para el diagnóstico, que implica la obtención de imágenes mediante resonancia magnética o tomografía por emisión de positrones (PET) (27) para diagnosticar y determinar simultáneamente la terapia anticancerosa adecuada. Hasta la fecha, no se han establecido las pautas de uso de la metástasis como herramienta de evaluación para el desarrollo de fármacos. Se necesitan más estudios sobre la reproducibilidad, los mecanismos subyacentes a la metástasis y los marcadores.

Modelo de xenoinjerto tumoral derivado del paciente. Los modelos de xenoinjertos, a pesar de sus ventajas, son limitados en su capacidad para demostrar cómo respondería un paciente con cáncer a un tratamiento concreto. Se necesita una predicción fiable de la respuesta al fármaco en un ensayo clínico, y los modelos actuales no son suficientes. En un esfuerzo por abordar las deficiencias de estos modelos, se desarrolló y utilizó un xenoinjerto tumoral derivado del paciente (PDTX) (28,29). Dado que el PDTX implica el trasplante de tejido de pacientes con cáncer directamente a ratones inmunodeprimidos (Fig. 1D), la información genética y los marcadores inmunohistológicos son correlativos al paciente y pueden aplicarse para evaluar nuevos fármacos contra el cáncer (30) y terapias personalizadas contra el cáncer. Las diversas ventajas de la PDTX pueden resumirse como sigue: 1

Sin embargo, el modelo PDTX tiene limitaciones técnicas, y es caro y requiere mucho tiempo. Sobre todo, los tumores humanos primarios recién extirpados deben ser enviados desde el quirófano al laboratorio en varias horas. Simultáneamente, debe examinarse una muestra de los tumores humanos primarios mediante un análisis inmunohistológico. Por lo tanto, es necesaria la cooperación entre el cirujano, el histólogo y el investigador. A continuación, los tumores humanos primarios originales pueden compararse con los tejidos tumorales del injerto tumoral pasajero. Además, se requiere la aprobación de una junta de revisión institucional (IRB), ya que la utilización de tejido tumoral derivado de pacientes conlleva consideraciones clínicas y éticas. A pesar de estos esfuerzos, la tasa de aceptación de PDTX es de aproximadamente un 25% (31-33), y el establecimiento de PDTX tarda unos tres meses hasta el primer pasaje (datos no mostrados). Al igual que con el trasplante de xeno-órganos, se requiere el primer trasplante a ratones SCID para escapar del inmunorrechazo agudo, y esto es costoso. Además, el volumen de tejido tumoral derivado del paciente es muy limitado, por lo que el número de población de PDTX debe aumentarse mediante el pasaje de tejido tumoral.Simultáneamente, cada pasaje de tejidos tumorales debe analizarse histopatológicamente y compararse con el tejido original. A partir del segundo pasaje, se pueden utilizar ratones desnudos. Los trozos de tejidos tumorales pueden congelarse y conservarse en nitrógeno líquido.

A pesar de estos obstáculos, el modelo PDTX establecido está disponible para la validación de la sensibilidad a los fármacos contra el cáncer y la predicción del pronóstico de los pacientes. El PDTX es sin duda un modelo extremadamente prometedor para la terapia personalizada del cáncer. En consecuencia, los centros de investigación mundiales se preocupan por establecer un banco de recursos de PDTX. Durante la última década, el modelo PDTX se ha desarrollado rápidamente. Este modelo es una herramienta prometedora para el desarrollo de medicamentos contra el cáncer y biomarcadores predictivos.