INTRODUCTION
動物モデルは医薬品開発や分子生物学的メカニズムの研究において重要な役割を担っています。 歴史的には、ウサギのコールタール誘発皮膚がんモデルが発がん物質誘発マウスモデルの開発の引き金となった。 発がん物質の予測や発がん機構を調べるための評価ツールとして、様々な動物モデルが確立されています(1)。 しかし、発がん物質を慢性的に曝露する方法は、時間と費用がかかるため、医薬品開発への応用には限界があります。 しかし、マウスモデルは、安価で取り扱いが容易であり、遺伝情報も知られていることから、大型動物モデルよりも魅力的なモデルである(2)。 最近では、マウス細胞株を注入したシンジェニックマウスモデルが開発されている(3)。 このモデルの利点は、再現性が高いこと、様々な種類の腫瘍を容易に誘発できること、免疫力が高いことである。 一方、このモデルは、ヒトのがん細胞を用いたin vitroのアッセイの結果と比較して、しばしば異なる反応を示す。 この欠点を克服するために、米国国立がん研究所（NCI）は、ヒトのがん細胞を免疫不全マウスに注入する方法を採用した。 8種類のNCI癌細胞株（脳、結腸、白血病、肺、メラノーマ、卵巣、前立腺、腎臓）から異種移植モデルのバッテリーが開発された。 また、新薬の効果や毒性を評価するために、様々なマウスモデルの作製方法が確立されている。 その一つが、発がんメカニズムや薬剤耐性を評価するための先進的な手法である遺伝子改変マウスモデル（GEMM）である(4)。 GEMMモデルには、シンジェニックモデルと同様に免疫不全マウスが使用されます。 そのため、このモデルにより、がんに対する免疫アジュバント開発の応用が可能となります。 さらに、このモデルは生物学的プロセスの解明や腫瘍細胞とその微小環境の調査に有用ですが、非常に高価で、異質で、複雑なモデルです。 さらに、GEMM モデルでは、腫瘍の頻度、発生、増殖が一致しない(4-7)。 多くの研究者が、治療の可能性を判断するために前臨床評価の戦略を考案し、ヒトの腫瘍環境を模倣している。 GEMMモデルの他に、in vivo異種移植モデルは、臨床試験に向けたトランスレーショナルリサーチにおいて、ヒト癌細胞や患者の腫瘍組織を移植するために、無胸腺ヌードマウスや重症複合免疫不全（SCID）マウスを使用しています（8,9）。 このレビューでは、抗がん剤の開発に使用するために、腫瘍異種移植モデルの種類と特徴に焦点を当てます。 一般に、ヒトのがん細胞をマウスの後肢や背中に皮下注射する（図1A）。 異所性腫瘍異種移植モデル（ectopic model）では、移植部位が培養細胞の由来とは異なる。 異所性モデルは、がん研究において検証や評価に用いられる標準的ながんモデルである。 NCIで抗がん剤スクリーニングのためのがん細胞株が樹立された後、これらの細胞株から派生した異種移植モデルが開発された。 異種移植モデルの構築には、8つの臓器由来の60の細胞株が用いられ、腫瘍の倍加時間や腫瘍原性率などの情報が報告されている(1)。 表1において、ヒト癌細胞株では、異種移植モデルの再現性取率は90%以上であった。 このモデルは、in vitroスクリーニング試験で得られたリード化合物の評価において、同じがん細胞で予測できる有用性があることを示し、臨床試験への応用に向けたがん化合物の選択に役立つ。 (A)異所性異種移植モデル。 がん細胞をBalb/cヌードマウスに皮下注射した。 約2週間後、腫瘍が観察された。 (B)同所異種移植モデル。 ヒト非小細胞肺がん細胞（A549細胞）をBalb/cヌードマウスの胸腔内に注射した。 腫瘍はin vivo光学イメージングで観察した。 単離した肺組織を染色し、顕微鏡で観察した。 (C) 転移モデル。 ルシフェラーゼを発現させたがん細胞を尾静脈に注射した。 in vivoの光イメージングにより腫瘍を観察した。 (D) 患者由来腫瘍異種移植モデル。 患者由来の腫瘍組織をSCIDマウスに移植した。
表1.
初期治療に使用したヒト細胞株。stage xenograft model
| 腫瘍由来 | 優良細胞培養株 | 許容細胞培養株 | |
|---|---|---|---|
| Colon | Colon> | SW-620.S | Colon> | Colon> | Colon> | Colon> | Hcc-2998、dld-1、km20l2、colo 205、ht29 |
| cns | sf-295、snb-75。 U251 | ||
| 肺（非小細胞） | NCI-H460, NCI-H522, NCI-H23 | NCI-H322M, EKVX.NCI | 肺（非小細胞） |
| 肺（小細胞） | DMS273 | DMS114 | |
| 乳房 | ZR-75-1, MX-1 | UISO-BCA-1, MDA-MB-231, MCF-7, MCF-7/ADR-res,MDA-MB-435, MDA-N | |
| メラノーマ | LOX-IMVI, SK-MEL-28 | UACC-257, M14.X, M14, SK-MEL-5 | |
| 卵巣 | OVCAR-5, SK-OV-3 | OVCAR-3、OVCAR-4, IGROV1 | |
| Prostate | PC-3 | DU-145 | |
| Renal | CAKI-1, RXF393 | RXF631, A498,SN12C | |
データは文献から修正したものです。 (1).
CNS, Central nervous system.
Ectopic modelは腫瘍原性、腫瘍成長を容易にモニターできるため、多くの研究者が抗がん剤効果の評価に利用している(10-12)。 腫瘍の体積（V）は、腫瘍の最大長と最短長から計算される（式1）。 このデータに基づくいくつかのパラメータから、抗がん作用を評価することができる。 治療群（T）と対照群（C）の比率（optimal % T/C）、腫瘍増殖遅延、腫瘍退縮が利用された（13-15）。 毒性パラメータとして、薬物関連死（DRD）および体重変化を測定した。 DRDは15日以内の動物の死亡と推定され、対照と比較して処理マウスの体重が20％以上減少した場合は副作用とみなされた。
これらのパラメータは、薬剤スクリーニングからリード化合物を引き出すのに役立つ。 時には、2種類のがん細胞を同じマウスに自然移植し、2つの腫瘍が増殖の違いを示すことがあるため、がんの種類による薬物反応を個体差なく比較することができる（16）。 さらに、異所性モデルは非常に再現性が高く、均質で使いやすい。
ただし、腫瘍化する際に壊死を示す腫瘍や、固形ではない（実体のない）腫瘍もあるため、すべての腫瘍を評価ツールとして使用できるわけでもない。 また、動物モデル作製に使用する免疫抑制マウスは、ヒトのがんとは異なる微小環境を表している。 したがって、このモデルでは浸潤および転移の評価は限定的である。
Orthotopic tumor xenograft model（同所腫瘍異種移植モデル）。 腫瘍の感受性を評価するための代替モデルが開発されている。 同所腫瘍異種移植モデル（orthotopic model）は、先進的なツールであるが、免疫抑制性のマウスの微小環境に基づいている。 同所的モデルでは、ヒトのがん細胞を腫瘍の同じ発生部位に移植する。 例えば、肺がん細胞はマウスの肺に直接注入され、同所モデルとして用いられる（Fig.1B）。 このモデルでは、再現性を確保するために、手術の技術を持った熟練した専門家が必要である。 また、メラノーマ以外のほとんどの腫瘍は肉眼では見えないため、腫瘍化率の算出は困難である。 また、同所モデルは皮下異所モデルと異なり、犠牲を伴わない腫瘍増殖の測定に限定される。 現在までのところ、同所モデルで成長する腫瘍の進行をモニターする方法として、イメージングが選択されている。 現在、蛍光やルシフェラーゼを発現する癌細胞株を用いた同所モデルは、光イメージング、コンピュータ断層撮影（CT）、磁気共鳴イメージング（MRI）などで観察されている(17)。 発がん性を評価し、犠牲を払うことなく腫瘍の成長を判定するためには、高価な装置が必要であり、このモデルの利用は限定的である。 しかしながら、このモデルは、患者様のような進行過程（例えば、浸潤）に臨床的に関連するものです。 Hoらの報告によると、同所腫瘍は異所腫瘍に比べ、早期の腫瘍増殖、血管新生、血管の過透過性を示すという(18)。 また、がん種によっては、転移が観察された。 例えば、同所性乳腺脂肪パッド腫瘍移植モデルは、乳癌の良いモデルでもある。 このモデルでは、自然発生的な腫瘍の転移は、ヒト乳がんの自然な進行に似ている(19)。 したがって、抗がん活性と転移抑制を同じモデルで評価することができる。 4186＞＜4384＞転移性がんモデルについて、以下に詳しく説明します。 紫外線、電離放射線、発がん物質の曝露により局所に形成された腫瘍は、浸潤により血管やリンパ節内を循環し、浸潤しやすい部位に転移（二次がん）を引き起こします。 Pagetの種と土の仮説によれば、原発性がん細胞（種）が肺、肝臓、骨、リンパ、脳などの適切な環境（土）で転移を開始する(20)。 最近の研究では、転移のメカニズムの研究に基づく転移抑制剤や予防剤の開発に拍車がかかっているが、臨床試験を承認するためのガイドラインを定める前臨床評価ツールは存在しない。
転移モデルの確立については、様々な方法が開発されており、ヒト異種移植モデルは2種類存在する。 まず、同所移植では、移植した腫瘍細胞が原発巣を生じ、その腫瘍を摘出した後、転移を観察する。 例えば、WM239メラノーマ細胞を重症複合免疫不全（SCID）マウスに移植し、4週間後に原発腫瘍を摘出した。 その後、肺転移が観察された(21)。 前立腺癌細胞（DU145）から同所モデルを作成し、摘出したリンパ節を培養し、分離した腫瘍細胞をマウスに再注入して転移モデルを得た（22）。 次に、がん細胞をヌードマウス（図1C）やSCIDマウスに静脈注射すると、がん幹細胞のように循環して転移が誘発される（23）。 このモデルは、前者のモデルよりも生成速度が速い。 異所性モデルと同所性モデルのハイブリッドでは、蛍光を発現するHT- 29細胞（ヒト大腸がん）を異所性部位に皮下注射し、HT- 29細胞由来の腫瘍を数個大腸に移植し、転移を観察する(24)。 一般に、ヌードマウスよりもSCIDマウスの方が転移モデルが得やすい。 転移は、皮膚癌の場合を除き、同所モデル同様、外観上観察が困難であるため(25)、遺伝子操作した細胞株（蛍光（24）またはルシフェラーゼ発現細胞（26））を利用し、in vivo光学イメージングで観察しています。 このモデルは、MRIやPETによるイメージングを行い、診断と同時に適切な抗がん剤治療を決定するセラピューティックに適用されることが多い(27)。 現在までのところ、転移を医薬品開発の評価ツールとして使用する指針は確立されていない。 再現性、転移の基礎となるメカニズム、マーカーについてさらなる研究が必要である。
患者由来の腫瘍異種移植モデル。 異種移植モデルは、その利点にもかかわらず、がん患者が特定の治療にどのように反応するかを実証する能力において限界がある。 臨床試験における薬物反応の確実な予測が必要であるが，現在のモデルでは十分ではない。 これらのモデルの欠点に対処する努力として、患者由来腫瘍異種移植（PDTX）が開発され利用されている（28,29）。 PDTXは、がん患者の組織を免疫不全マウスに直接移植するため（図1D）、遺伝情報や免疫組織学的マーカーが患者と相関し、新規抗がん剤の評価（30）やがんの個別化治療に応用することができる。 PDTXのいくつかの利点は、以下のようにまとめることができる。 1
しかし、PDTXモデルには技術的な制約があり、高価で時間がかかる。 何よりも、新鮮な摘出原発性ヒト腫瘍を手術室から実験室まで数時間以内に届ける必要がある。 同時に、原発性ヒト腫瘍のサンプルを免疫組織学的解析によって調べる必要がある。 したがって、外科医、組織学者、研究者の協力が必要である。 そして、オリジナルの原発性ヒト腫瘍と、継代した腫瘍移植片の腫瘍組織を比較することができる。 また、患者由来の腫瘍組織の利用には臨床的・倫理的配慮が必要であるため、施設内審査委員会（IRB）の承認が必要である。 このような努力にもかかわらず、PDTXの取得率は約25％であり（31-33）、PDTXの確立には最初の継代まで約3ヶ月かかる（データは示されていない）。 異種臓器移植と同様、急性免疫不全を免れるためにSCIDマウスへの初回移植が必要であり、その費用も高額である。 また、患者由来の腫瘍組織の量は非常に限られているため、腫瘍組織の継代によってPDTXの母数を増やす必要があります。同時に、継代した腫瘍組織をそれぞれ病理組織学的に分析し、元の組織と比較する必要があります。 2回目の継代からは、ヌードマウスを使用することができます。 これらのハードルにもかかわらず、確立されたPDTXモデルは、抗がん剤感受性の検証や患者の予後予測に利用できる。 PDTXは、個別化がん治療のための非常に有望なモデルであることは間違いありません。 したがって、世界の研究センターはPDTXのリソースバンクを確立することに関心を寄せています。 過去10年間、PDTXモデルは急速に発展してきました。 このモデルは、抗がん剤や予測バイオマーカーの開発に有望なツールです
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