Grupy krwi są klasyfikacjami dziedzicznych antygenów specyficznych dla danego gatunku, znajdujących się na powierzchni czerwonych krwinek. U psów rozpoznaje się siedem grup krwi, a u kotów cztery. Inne komórki, takie jak leukocyty, płytki krwi lub komórki w innych tkankach mogą również dzielić te antygeny. Alloantygeny (lub izoantygeny) są przeciwciałami występującymi w surowicy przeciwko antygenowi pochodzącemu od innego zwierzęcia tego samego gatunku. Mogą one być nabyte w sposób naturalny (np. spożycie siary) lub wywołane przez wcześniejszą ekspozycję (np. transfuzję), a ich obecność jest wykrywana przez crossmatch.
Transfuzja produktów krwiopochodnych może wywołać szeroki zakres szkodliwych skutków u pacjentów weterynaryjnych. Niektóre z tych efektów są powszechne i mogą być nieuniknione (np. gorączka), ale inne, takie jak ostre i opóźnione reakcje poprzetoczeniowe o podłożu immunologicznym, które są bezpośrednio związane z niewłaściwym typem i procesem krzyżowania u psów i kotów, mogą być zminimalizowane.
W tym artykule przedstawiam przegląd metod oznaczania grup krwi u psów i kotów oraz prawidłowych technik krzyżowania. Oferuję również zalecenia dla lekarzy weterynarii dotyczące podejmowania decyzji, które pomogą uniknąć reakcji na transfuzję, a także omawiam objawy, które można zaobserwować w przypadku wystąpienia reakcji.
TOPY KRWI KOTÓW I ANTYBIOTYKI
Grupy krwi psów są numerowane zgodnie z systemem antygenów erytrocytów psów (DEA).
DEA 1.1, 1.2, i 1.3
DEA 1 była dawniej znana jako A i składa się z czterech alleli: ujemnego, 1.1, 1.2, i 1.3. DEA 1.1 jest dziedziczony jako cecha autosomalna dominująca nad DEA 1.2, a typ zerowy jest recesywny w stosunku do obu. DEA 1.1 i DEA 1.2 są najważniejszymi antygenami i razem występują u około 60% psów.1 Może powstać zamieszanie, ponieważ oba te typy zostały uznane za A dodatnie; jednakże psy DEA 1.2, które stanowią od 7% do 29% psów, wytworzą silne przeciwciała anty-DEA 1.1 po transfuzji komórek DEA 1.1.
DEA 4
DEA 4 występuje do 98% psów, a psy posiadające tylko ten typ są uważane za uniwersalnych dawców. Tylko około 75% pinczerów dobermanów jest DEA 4 dodatnich. Nie są znane naturalnie występujące przeciwciała DEA 4; jednakże, hemolityczne reakcje transfuzji mogą wystąpić po uczuleniu przetoczeniem krwi DEA 4 dodatniej u psów nieposiadających tego antygenu.4
DEA 3 i 5
DEA 3 i 5 występują w mniejszym odsetku populacji psów, ale DEA 3 występuje u 23% chartów, a 30% chartów jest DEA 5 dodatnich. Naturalnie występujące przeciwciała są obecne u 20% psów DEA 3 ujemnych i 10% psów DEA 5 ujemnych w Stanach Zjednoczonych.2
DEA 7
DEA 7 występuje u 8% do 45% psów w Stanach Zjednoczonych. Zaobserwowano naturalnie występujące przeciwciała przeciwko DEA 7, z opóźnioną reakcją poprzetoczeniową powodującą skrócenie czasu życia przetoczonych komórek, ale bez hemolizy.5,6 Chociaż istnieją kontrowersje dotyczące znaczenia tego antygenu, najlepiej jest unikać przedwczesnej utraty przetoczonych komórek poprzez stosowanie krwi dawcy pozbawionej tego antygenu.
Antygen Dal
Nowy antygen został zgłoszony w 2007 roku i stwierdzono jego obecność u około 93% psów w USA.7 Tymczasowo nazwano go Dal, ponieważ przypadek indeksowy dotyczył dalmatyńczyka. Dalmatyńczyk miał typ DEA 1.1, 3, 4 i 5 dodatni oraz DEA 7 ujemny, ale uczulił się po wielokrotnych transfuzjach z powodu przewlekłej niewydolności nerek z krwi o typie DEA 1.1, 4 dodatnim. Ponieważ konieczne były dodatkowe transfuzje, konieczne było przeprowadzenie testów zgodności. Duże krzyżówki pomiędzy psem indeksowym a 55 dawcami nie-dalmatyńczykami, którzy powinni być zgodni w oparciu o typy DEA 1.1, 1.2, 3, 4, 5 i 7, były niezgodne. Duże krzyżówki pomiędzy psem indeksowanym i tylko 20 z 25 (80%) niespokrewnionych dalmatyńczyków było zgodnych. Niezgodne transfuzje z udziałem tego antygenu mogą powodować ostre i opóźnione reakcje hemolityczne. Kiedy transfuzje staną się konieczne dla uczulonych dalmatyńczyków, wydaje się, że zgodni dawcy zostaną najprawdopodobniej znalezieni w obrębie rasy dalmatyńczyków.
Inne antygeny
Niewiele wiadomo o DEA 6 i 8 oraz o 11 innych antygenach, które prawdopodobnie istnieją, ponieważ nie są dostępne surowice typujące dla tych antygenów. Bez typowania surowic dla tych antygenów, ich związek z Dal nie mógłby być określony.
TYPY KRWI KOTÓW I ANTYBIOTYKI
W kotach rutynowo rozpoznano jedynie system AB, który składa się z trzech typów: A, B i AB.
Ten układ krwionośny jest zgodny z prostym dziedziczeniem mendlowskim z genem A (A) mającym dominację nad genem AB (ab), który ma dominację nad genem B (b). Koty typu A mogą mieć jeden z trzech genotypów: A-A, A-ab, lub A-b. Koty typu AB mogą mieć genotyp ab-ab lub ab-b, a koty typu B mogą mieć tylko genotyp b-b. Tak więc, para hodowlana kotów typu A może produkować kocięta typu A, AB lub B, w zależności od ich fenotypów.
W przeciwieństwie do psów, koty mają zaznaczone naturalnie występujące przeciwciała. Wszystkie kocięta typu B wytwarzają przeciwciała w ciągu kilku tygodni po urodzeniu, a wysokie miana rozwijają się do trzeciego miesiąca życia.12 W rezultacie, matki typu B będą miały silne przeciwciała anty-A w siarze bez wcześniejszego narażenia na nie w wyniku ciąży lub transfuzji. U kociąt typu A również powstają przeciwciała, ale są one ogólnie uważane za mniej silne. Ponieważ przeciwciała mogą być przenoszone na kocię poprzez siarę do 16 godzin po urodzeniu, kocięta, które urodziły się zdrowe, mogą nagle zniknąć z powodu rozwijającej się niedokrwistości hemolitycznej. Ta niedokrwistość hemolityczna występuje zazwyczaj u kociąt typu A lub AB urodzonych przez matki typu B skojarzone z matkami typu A.13
Koty typu AB są uważane za uniwersalnych biorców, ponieważ nie posiadają przeciwciał anty-A i anty-B; jednakże, należy im przetaczać komórki typu A, aby uniknąć nieumyślnego przetoczenia silnych przeciwciał anty-A od dawcy typu B, co jest przykładem niewielkiej reakcji ubocznej. Ze względu na wpływ geografii i rasy na częstość występowania grup krwi, ryzyko wywołania potencjalnie śmiertelnej reakcji poprzetoczeniowej u biorców typu B może wynosić nawet 20% przy przetaczaniu niedopasowanej krwi.
Antygen Mik
Nowy antygen, Mik, został opisany w 2007 roku i jest obecny u wielu domowych kotów krótkowłosych.14 Koty nieposiadające tego antygenu (około 6% badanych) mogą potencjalnie rozwinąć ostrą reakcję hemolityczną po transfuzji krwi zgodnej z grupą AB. Ponieważ surowica do typowania nie jest dostępna dla antygenu Mik, a przeciwciała wydają się występować naturalnie, przed transfuzją rozważne jest wykonanie próby krzyżowej nawet z kotami zgodnymi pod względem typu.
ODCZYTYWANIE KRWI I DOPASOWANIE KRZYŻOWE
Świeżo pobrana krew w EDTA i skrzep lub zwykła probówka zarówno od biorcy jak i dawcy są zalecane do typowania i dopasowywania, chyba że dawca został wcześniej przebadany pod kątem przeciwciał, w którym to przypadku potrzebne są tylko komórki dawcy z próbki EDTA. Alternatywnie, odcinki rurek („pigtail”) (Rysunek 1) mogą być użyte z jednostki dawcy, tak długo jak sterylność jednostki pozostaje nienaruszona. Próbki powinny być wolne od hemolizy i lipemii.
Rysunek 1. „Pigtail” z jednostki dawcy może być użyty do oznaczenia grupy krwi i do krzyżowania z biorcą, tak długo jak sterylność jednostki pozostaje nienaruszona. (Zdjęcie autorstwa Charlie Kerlee.)
Komercyjne zestawy do oznaczania grup krwi są dostępne dla psów i kotów i mogą być używane do badania potencjalnych dawców oraz do dokonywania odpowiednich selekcji w celu porównania i transfuzji w oparciu o grupę krwi biorcy. Przykłady obejmują karty do typowania (DMS Laboratories) oraz wkład immunochromatograficzny (Alvedia) (tabela 1). Zestawy te typują dla DEA 1.1 tylko u psów oraz dla A, B i AB u kotów. Zarówno karty, jak i wkłady są stosunkowo prostymi metodami typowania, wymagającymi jedynie kilku minut do przeprowadzenia, i zawierają środki do przeprowadzenia automatycznej kontroli w celu zidentyfikowania potencjalnych zakłóceń z autoaglutynacji. W jednym z badań, w którym zastosowano reakcję 2+ w punkcie końcowym aglutynacji dla kart, uzyskano trzy reakcje fałszywie ujemne i pięć fałszywie dodatnich na 88 przebadanych próbek psów.15 Problem ten został podobno poprawiony.16 W tym samym badaniu wkład nie uzyskał żadnych wyników fałszywie ujemnych i sześć fałszywie dodatnich. Test dyfuzyjny z kolumną żelową (DiaMed) wykorzystany w tym badaniu nie jest już dostępny na rynku weterynaryjnym.
Tabela 1: Wybrane strony internetowe poświęcone typowaniu krwi i produktów krwiopochodnych
Błędne wyniki można uzyskać w przypadku nieprzestrzegania instrukcji zestawu. Autoaglutynacja i zanieczyszczenie krzyżowe poprzednio używanych pałeczek do mieszania mogą powodować wyniki fałszywie dodatnie w przypadku metod oznaczania grup krwi. Wyniki fałszywie ujemne można uzyskać z krwi zwierząt skrajnie anemicznych (PCV < 10%) oraz z reakcji prozone (nadmiar przeciwciał w stosunku do ilości obecnego antygenu).17
Ostatnie badania sugerują, że może stać się dostępny bardziej dokładny, rozszerzony zestaw do typowania, który będzie typował dla DEA 1.1, 3, 4, 7 i Dal.18 Nie zidentyfikowano odpowiedniego rozcieńczenia dla odczynnika do typowania DEA 1.2, a DEA 5 nie została uwzględniona. W tym badaniu 10 psów otrzymało transfuzje zgodne z DEA 1.1 i poddano je krzyżowym dopasowaniom przed i po transfuzji. Sześć z krzyżówek u czterech psów mogło wytworzyć przeciwciała w oparciu o wyniki typowania, a cztery krzyżówki obejmujące dwa psy stały się niezgodne 21 do 23 dni później z siłą reakcji od 3+ do 4+. Trzeci pies miał niezgodność 1+ w 13 dniu, która stała się zgodna w 50 dniu. Pięć par krzyżówek u czterech psów nie powinno było wytworzyć przeciwciał w oparciu o wyniki rozszerzonego typowania; jednakże, uzyskano główne niezgodne wyniki krzyżówek o sile od 1+ do 3+ w ciągu dwóch do czterech tygodni. Te niezgodne wyniki wskazują na uczulenie na antygeny nie wykryte przez proces typowania (np. DEA 5, 6, 8).
Mimo, że te metody typowania są stosunkowo proste, przeczytaj dokładnie ulotki dołączone do opakowania w poszukiwaniu źródeł potencjalnie błędnych wyników i postępuj dokładnie zgodnie z instrukcjami. W przypadku konieczności przeprowadzenia badań potwierdzających, takich jak dobór stałych dawców, sprawdzenie wątpliwych wyników lub zamiast typowania w zakładzie w przypadku operacji planowych, można skorzystać z usług laboratoriów zewnętrznych, takich jak Animal Blood Resources International w Stockbridge, Mich. lub Laboratorium Hematologii i Transfuzjologii Uniwersytetu Pensylwanii. Rozszerzona opcja zestawu do oznaczania grup krwi może rozszerzyć te możliwości na inne miejsca testowania.
Główny test krzyżowy (major crossmatch) bada wykrywalne naturalnie występujące lub indukowane przeciwciała w surowicy biorcy przeciwko erytrocytom dawcy. Test ten powinien być wykonywany za każdym razem, gdy istnieje prawdopodobieństwo, że pacjent ma odpowiednie naturalnie występujące przeciwciała (koty), jeśli historia transfuzji pacjenta jest nieznana lub jeśli transfuzja miała miejsce co najmniej dwa do czterech dni wcześniej, nawet jeśli była wykonana u tego samego dawcy.1,8,19,20 Komercyjne zestawy do badania krzyżowego są dostępne w DMS Laboratories.
Drobne badanie krzyżowe sprawdza, czy w osoczu lub surowicy dawcy obecne są wykrywalne przeciwciała przeciwko erytrocytom pacjenta. Chociaż uważane za mniej ważne, niewielkie reakcje uboczne występują sporadycznie. Stali dawcy mogą być wybierani w oparciu o oferowane w handlu odczynniki do oznaczania grup krwi i badania przesiewowe na obecność przeciwciał w celu zminimalizowania szansy na wystąpienie reakcji ubocznej o niewielkim nasileniu. Zestawy do typowania i krzyżowania zazwyczaj zapewniają kontrole, aby wykluczyć reakcje fałszywie dodatnie z powodu autoaglutynacji lub twierdzą, że nie ma na nią wpływu.
Krzyżowanie slajdów jest surową metodą krzyżowania, która powinna być zarezerwowana tylko dla sytuacji awaryjnych. W tym przypadku, główna próba krzyżowa polega na zmieszaniu dwóch kropli osocza biorcy z kroplą krwi dawcy w temperaturze pokojowej na czystym szkiełku szklanym i obserwowaniu aglutynacji podczas obracania szkiełka przez jedną minutę. Mniejsza próba krzyżowa może być wykonana w ten sam sposób przy użyciu dwóch kropli osocza dawcy i jednej kropli krwi biorcy. Jednakże, przy tej metodzie mogą wystąpić dwa potencjalnie poważne błędy. Po pierwsze, potencjalnie śmiertelne reakcje hemolityczne mogą zostać przeoczone, ponieważ hemoliza jest trudna do rozpoznania przy użyciu tej metody. Po drugie, procedura ta może przeoczyć reakcje prozone, w których obecność nadmiaru przeciwciał w stosunku do ilości antygenu może spowodować niepowodzenie aglutynacji.
WYKRYWANIE REAKCJI TRANSFUZJI
Ostra wewnątrznaczyniowa reakcja hemolityczna po transfuzji może wystąpić u kotów typu B otrzymujących krew typu A. Ostra reakcja hemolityczna może wystąpić u kotów typu B otrzymujących krew typu A. Ciężka reakcja występuje najczęściej u psów uprzednio uczulonych na krew DEA 1.1, ale opisywano ją również u psów uczulonych na DEA 4, Dal lub niezidentyfikowany typ (inny niż DEA 1.1, 1.2, 3, 4, 5, 7).1,4,5,7 Objawy związane z ostrymi hemolitycznymi reakcjami poprzetoczeniowymi rozpoczynają się zazwyczaj natychmiast po rozpoczęciu przetaczania i mogą obejmować gorączkę, zmienioną czynność serca, niedociśnienie, duszność, utratę kontroli nad pęcherzem i jelitami, wymioty, hemoglobinemię i hemoglobinurię.21 Ponieważ przetoczone komórki ulegają hemolizie, objętość koncentratu krwinek czerwonych (PCV) nie wzrasta. Następstwa mogą obejmować rozsiane wykrzepianie wewnątrznaczyniowe, niewydolność nerek, wstrząs i zgon. Ciężkość reakcji jest związana z mianem przeciwciał i ilością przetoczonej krwi. Jeżeli wystąpią jakiekolwiek objawy poza gorączką, należy przerwać transfuzję i rozpocząć odpowiednią terapię.
Okres półtrwania krwi zgodnej grupowo podanej psom i kotom wynosi odpowiednio około trzech i pięciu tygodni. Opóźnione reakcje poprzetoczeniowe są bardziej podstępne niż reakcje ostre i mogą być przeoczone lub przypisane innym zdarzeniom, takim jak alergia na antybiotyki. W takich przypadkach stężenie PCV może wzrosnąć zgodnie z oczekiwaniami, a następnie obniżyć się w ciągu kilku dni do kilku tygodni. Ponieważ hemoliza jest pozanaczyniowa, może wystąpić żółtaczka i hiperbilirubinuria.
Pierwsza transfuzja typu B kotu typu A może spowodować wystąpienie opóźnionej reakcji hemolitycznej. Opóźnione reakcje mogą również wystąpić u psów otrzymujących po raz pierwszy krew DEA 1.1 lub DEA 7, które są ujemne na te antygeny, jak również u psów uprzednio uczulonych na słabsze antygeny. Dawcy uznani za negatywnych pod względem DEA 1 mogą w rzeczywistości mieć typ DEA 1.2, jeśli polega się wyłącznie na wynikach z wewnętrznego zestawu do typowania. Idealnie byłoby, gdyby stali dawcy byli poddawani kompletnemu typowaniu i badaniom przesiewowym na obecność przeciwciał, jeśli jest to możliwe. Własne zestawy do typowania DEA 1.1 powinny być zarezerwowane do badań przesiewowych potencjalnych dawców i typowania biorców wymagających natychmiastowej terapii transfuzjologicznej.
Pies otrzymujący grupę krwi dopasowaną do DEA 1.1 może być nadal niedopasowany do któregokolwiek z pozostałych antygenów. Dawcy uniwersalni powinni być dodatni tylko dla DEA 4, ponieważ jest to antygen powszechny i będzie wywoływał uczulenie tylko u rzadkich psów, którym go brakuje. Należy jednak pamiętać, że uniwersalna krew dawców jest ujemna tylko dla DEA 1.1, 1.2, 3, 5 i 7. Nieuchwytne DEA 6 i 8 oraz kilka innych antygenów, dla których nie istnieją surowice do typowania, mogą być obecne na erytrocytach dawcy uniwersalnego i mogą uczulać biorcę ujemnego na jeden lub więcej z tych antygenów. Przy transfuzji daltonistów należy również pamiętać o antygenie Dal.
GUIDE FOR TYPING AND CROSSMATCHING DOGS
Kontrola krzyżowa może nie wykryć niskich stężeń przeciwciał lub przewidzieć potencjał do rozwoju przeciwciał przeciwko niedopasowanej krwi. Powtórne transfuzje mogą być rzadkim zjawiskiem w niektórych gabinetach, ale w tych, w których jest duża liczba pacjentów z przewlekłą chorobą nerek lub otrzymujących chemioterapię, lub tych, których nieustępliwi właściciele walczą z uporczywą niedokrwistością hemolityczną o podłożu immunologicznym u swoich zwierząt, powtórne transfuzje nie są rzadkością. W tych przypadkach, w których przewidywane są wielokrotne transfuzje, dobór dawcy na podstawie grupy krwi może zmaksymalizować skuteczność transfuzji.
Tabela 2: Proces typowania i krzyżowania psów
Postępowanie według kilku prostych kroków (Tabela 2) może pomóc w podjęciu decyzji, czy proste typowanie DEA 1.1 jest wystarczające, czy też potrzebne jest bardziej kompletne typowanie i czy konieczne jest krzyżowanie psów w celu zminimalizowania reakcji poprzetoczeniowych i uczuleń na przetoczoną krew. Krótko mówiąc, krew zgodna z grupą DEA 1.1 jest odpowiednia dla biorcy, który po raz pierwszy wymaga natychmiastowej terapii transfuzjologicznej. Nawet jeśli wystąpi uczulenie, korzyści z transfuzji prawdopodobnie przeważą nad skróconym okresem półtrwania przetoczonych komórek. Uniwersalna krew dawcy jest zalecana jako krew pierwszego wyboru zawsze, gdy jest to możliwe, a na pewno, gdy przewidywane są wielokrotne transfuzje. Krzyżowanie nie będzie pomocne w przypadku biorcy, który otrzymuje krew po raz pierwszy (lub niedawnego biorcy), ale jest wymagane, jeśli biorca otrzymał transfuzję cztery lub więcej dni wcześniej lub jest daltonistą. Wspólne antygeny, których brakuje u uczulonego biorcy, mogą utrudnić znalezienie zgodnego dawcy krwi. W takich przypadkach bardziej prawdopodobne jest, że porównanie z rodzeństwem lub dawcami tej samej rasy zakończy się sukcesem.
Linda M. Vap, DVM, DACVP
Department of Microbiology, Immunology and Pathology
College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences
Colorado State University
Fort Collins, CO 80523
1. Hohenhaus AE. Importance of blood groups and blood group antibodies in companion animals. Transfus Med Rev 2004;18(2):117-126.
2. Swisher SN, Young LE, Trabold N. In vitro i in vivo badania zachowania systemów erytrocytów psich-izo-przeciwciał. Ann N Y Acad Sci 1962;97:15-25.
3. Symons M, Bell K. Expansion of the canine A blood group system. Anim Genet 1991;22(3):227-235.
4. Melzer KJ, Wardrop KJ, Hale AS, et al. A hemolytic transfusion reaction due to DEA 4 alloantibodies in a dog. J Vet Intern Med 2003;17(6):931-933.
5. Hale AS. Grupy krwi psów i ich znaczenie w weterynaryjnej medycynie transfuzjologicznej. Vet Clin North Am Small Anim Pract 1995;25(6):1323-1332.
6. Wardrop K. Kliniczne oznaczanie grup krwi i krzyżowanie. In: Feldman BF, Zinkl JG, Jain NC, et al. Schalm’s veterinary hematology. 5th ed. Philadelphia, Pa: Lippincott Williams & Wilkins, 2000.
7. Blais MC, Berman L, Oakley DA, et al. Canine Dal blood type: a red cell antigen lacking in some Dalmatians. J Vet Intern Med 2007;21(2):281-286.
8. Giger U, Bucheler J, Patterson DF. Frequency and inheritance of A and B blood types in feline breeds of the United States. J Hered 1991;82(1):15-20.
9. Giger U, Kilrain CG, Filippich LJ, et al. Frequencies of feline blood groups in the United States. J Am Vet Med Assoc 1989;195(9):1230-1232.
10. Giger U, Griot-Wenk M, Bucheler J, et al. Geographical variation of the feline blood type frequencies in the United States. Fel Pract 1991;19:21-26.
11. Forcada Y, Guitian J, Gibson G. Frequencies of feline blood types at a referral hospital in the south east of England. J Small Anim Pract 2007;48(10):570-573.
12. Bucheler J, Giger U. Alloantibodies against A and B blood types in cats. Vet Immunol Immunopathol 1993;38(3-4):283-295.
13. Bucheler J. Fading kitten syndrome and neonatal isoerythrolysis. Vet Clin North Am Small Anim Pract 1999;29(4):853-870.
14. Weinstein NM, Blais MC, Harris K, et al. A newly recognized blood group in domestic shorthair cats: the Mik red cell antigen. J Vet Intern Med 2007;21(2):287-292.
15. Seth MWS, Jackson KV, Giger U. Comparison of gel column, card and cartridge techniques for DEA 1.1 blood typing of dogs, in Proceedings. 26th Annu ACVIM Forum 2008; 775.
16. Marino B. DMS Laboratories Inc, Flemington, NJ: Komunikacja e-mail, 2009.
17. Ulotka dołączona do opakowania. RapidVet-H do oznaczania grup krwi psów (06/2009) i kotów (09/2008). DMS Laboratories, Inc, Flemington, NJ. www.rapidvet.com.
18. Kessler RJ, Reese J, Chang D, et al. Dog erythrocyte antigens 1.1, 1.2, 3, 4, 7, and Dal blood typing and cross-matching by gel column technique. Vet Clin Pathol 2010 .
19. Giger U. Blood typing and crossmatching to ensure compatible transfusions. In: Bonagura JD, ed. Kirk’s current veterinary therapy XIII. Philadelphia, Pa: WB Saunders, 2000;396-399.
20. Giger U. Oznaczanie grup krwi i krzyżowanie. In: Bonagura JD, Twedt DC, eds. Kirk’s current veterinary therapy XIV. St. Louis, Mo: Saunders Elsevier, 2009;260-265.
21. Brown D, Vap LM. Principles of blood transfusion and crossmatching. In: Thrall MA, Baker DC, Campbell TW, et al., eds. Veterinary hematology and clinical chemistry. Baltimore, Md: Lippincott Williams & Wilkins, 2004:795-798.