Les groupes sanguins sont des classifications d’antigènes héréditaires spécifiques à l’espèce à la surface des globules rouges. Sept groupes sanguins sont reconnus chez le chien, et quatre chez le chat. D’autres cellules telles que les leucocytes, les plaquettes ou les cellules d’autres tissus peuvent également partager ces antigènes. Les alloanticorps (ou isoanticorps) sont des anticorps présents dans le sérum contre un antigène d’un autre animal de la même espèce. Ils peuvent être acquis naturellement (par exemple, l’ingestion de colostrum) ou induits par une exposition antérieure (par exemple, une transfusion), et leur présence est détectée par un crossmatch.
La transfusion de produits sanguins peut produire un large éventail d’effets nocifs chez les patients vétérinaires. Certains de ces effets sont courants et peuvent être inévitables (par exemple, la fièvre), mais d’autres, comme les réactions transfusionnelles aiguës et retardées à médiation immunitaire qui sont directement associées à des processus de type et de crossmatch inappropriés chez les chiens et les chats, peuvent être minimisés.
Dans cet article, je présente une vue d’ensemble du typage sanguin chez les chiens et les chats et des techniques appropriées de crossmatching. Je propose également des recommandations de prise de décision pour les vétérinaires afin d’aider à éviter les réactions transfusionnelles, et je discute des signes qui peuvent être observés si une réaction se produit.
TYPES DE SANG CANIN ET ANTIBODIES
Les groupes sanguins canins sont numérotés selon le système des antigènes érythrocytaires canins (DEA).
DEA 1.1, 1.2, et 1.3
Le DEA 1 était autrefois connu sous le nom de A et se compose de quatre allèles : négatif, 1.1, 1.2, et 1.3. DEA 1.1 est hérité comme un trait autosomique dominant sur DEA 1.2, et le type nul est récessif aux deux. DEA 1.1 et DEA 1.2 sont les antigènes les plus importants et se retrouvent ensemble chez environ 60 % des chiens.Une confusion peut survenir parce que ces deux types ont été considérés comme A positifs ; cependant, les chiens DEA 1.2, qui représentent 7 % à 29 % des chiens, développeront de puissants anticorps anti-DEA 1.1 une fois transfusés avec des cellules DEA 1.1.
Alors que les anticorps naturels contre ces antigènes sont généralement considérés comme inexistants, les premières transfusions de sang DEA 1.1 peuvent être associées à une diminution de la durée de vie circulante des cellules transfusées, et les transfusions ultérieures seront associées à une réaction hémolytique aiguë. La transfusion de sang DEA 1.2 à un chien sensibilisé DEA négatif entraînera une perte exponentielle de cellules sur plusieurs semaines, la moitié environ des cellules transfusées étant perdues au cours des 10 premiers jours.2 Le DEA 1.3 n’est connu que chez les chiens d’Australie, principalement les bergers allemands.3
DEA 4
DEA 4 est présent chez jusqu’à 98 % des chiens, et les chiens présentant ce seul type sont considérés comme des donneurs universels. Seuls environ 75 % des doberman pinschers sont positifs à la DEA 4. On ne connaît pas l’existence d’anticorps DEA 4 d’origine naturelle ; cependant, des réactions transfusionnelles hémolytiques peuvent se produire après sensibilisation par des transfusions sanguines positives à la DEA 4 chez des chiens dépourvus de cet antigène.4
DEA 3 et 5
Les DEA 3 et 5 sont exprimés dans des proportions moindres de la population canine, mais la DEA 3 est présente chez 23 % des lévriers, et 30 % des lévriers sont positifs à la DEA 5. Un anticorps d’origine naturelle est présent chez 20 % des chiens négatifs à la DEA 3 et 10 % des chiens négatifs à la DEA 5 aux États-Unis.2
DEA 7
DEA 7 est présent chez 8 % à 45 % des chiens américains. Des anticorps naturels ont été observés contre le DEA 7, avec une réaction transfusionnelle retardée provoquant la diminution de la durée de vie des cellules transfusées, mais sans hémolyse.5,6 Bien qu’il existe une controverse concernant l’importance de cet antigène, il est préférable d’éviter la perte prématurée des cellules transfusées en utilisant du sang de donneur dépourvu de cet antigène.
Antigène Dal
Un nouvel antigène a été signalé en 2007 et s’est avéré être présent chez environ 93 % des chiens américains.7 Il a été temporairement nommé Dal car le cas index concernait un dalmatien. Le Dalmatien était typé DEA 1.1, 3, 4 et 5 positif et DEA 7 négatif, mais il a été sensibilisé après de multiples transfusions pour une insuffisance rénale chronique avec du sang typé DEA 1.1, 4 positif uniquement. Des transfusions supplémentaires ayant été nécessaires, des tests de compatibilité ont été requis. Des concordances croisées majeures entre le chien de référence et 55 donneurs non Dalmatiens qui auraient dû être compatibles sur la base des types DEA 1.1, 1.2, 3, 4, 5 et 7 étaient incompatibles. Les correspondances croisées majeures entre le chien index et seulement 20 des 25 (80 %) Dalmatiens non apparentés étaient compatibles. Les transfusions incompatibles impliquant cet antigène pourraient entraîner des réactions hémolytiques aiguës et retardées. Lorsque des transfusions seront nécessaires pour des Dalmatiens sensibilisés, il semble que les donneurs compatibles seront très probablement trouvés au sein de la race Dalmatienne.
Autres antigènes
On sait peu de choses sur les DEA 6 et 8 et sur 11 autres antigènes supposés exister car les sérums de typage pour ces antigènes ne sont pas disponibles. Sans typage des sérums pour ces antigènes, leur relation avec Dal n’a pas pu être déterminée.
Types sanguins félins et anticorps
Chez les chats, seul le système AB a été reconnu en routine et se compose de trois types : A, B, et AB.
Le type A est le plus courant et se retrouve chez plus de 95% des chats domestiques à poils courts et à poils longs aux États-Unis. A ce jour, tous les chats siamois, birmans, tonkinois, bleus de Russie, américains à poil court et orientaux à poil court ont été identifiés comme étant de type A.8-10 Le type B a été identifié chez jusqu’à 10 % des chats Maine coon et des chats des forêts norvégiennes ; jusqu’à 20 % des chats abyssins, birmans, persans, somaliens, Sphinx et Scottish fold ; et jusqu’à 45 % des chats exotiques et britanniques à poil court, Cornish rex et Devon rex. Le type AB a été observé chez les chats domestiques à poils courts ainsi que dans les races de type B.11
Ce système sanguin suit une hérédité mendélienne simple, le gène A (A) ayant une dominance sur le gène AB (ab), qui a une dominance sur le gène B (b). Les chats de type A peuvent présenter l’un des trois génotypes suivants : A-A, A-ab, ou A-b. Les chats de type AB peuvent avoir un génotype ab-ab ou ab-b, et un chat de type B ne peut avoir que le génotype b-b. Ainsi, un couple reproducteur de chats de type A peut produire des chatons de type A, AB ou B, en fonction de leurs phénotypes.
Contrairement aux chiens, les chats ont des anticorps naturels marqués. Tous les chatons de type B développent des anticorps dans les quelques semaines qui suivent la naissance, et des titres élevés se développent à l’âge de trois mois.12 Par conséquent, les reines de type B auront de forts anticorps anti-A dans leur colostrum sans aucune exposition préalable due à la grossesse ou à une transfusion. Les chatons de type A développeront également des anticorps, mais ceux-ci sont généralement considérés comme moins puissants. Comme les anticorps peuvent être transférés à un chaton par le colostrum jusqu’à 16 heures après la naissance, les chatons nés en bonne santé peuvent soudainement pâtir de l’anémie hémolytique qui se développe. Cette anémie hémolytique se produit généralement chez les chatons de type A ou AB nés de reines B accouplées à des toms de type A.13
Les chats de type AB sont considérés comme des receveurs universels puisqu’ils sont dépourvus d’anticorps anti-A et anti-B ; cependant, ils doivent être transfusés avec des cellules de type A pour éviter de transfuser par inadvertance de puissants anticorps anti-A d’un donneur de type B, ce qui est un exemple de réaction secondaire mineure. En raison des effets de la géographie et de la race sur la fréquence des groupes sanguins, le risque d’induire une réaction transfusionnelle potentiellement fatale chez les receveurs de type B pourrait atteindre 20 % lors de la transfusion de sang non compatible.
Antigène Mik
Un nouvel antigène, Mik, a été signalé en 2007 et est présent chez de nombreux chats domestiques à poils courts.14 Les chats dépourvus de cet antigène (environ 6% de ceux testés) ont le potentiel de développer une réaction hémolytique aiguë après la transfusion de sang AB apparié. Puisque le sérum de typage n’est pas disponible pour l’antigène Mik et que les anticorps semblent se produire naturellement, il est prudent de procéder à un crossmatching des chats même appariés en type avant une transfusion.
TYPAGE ET RÉPARTAGE CROISÉ DU SANG
Le sang fraîchement prélevé dans de l’EDTA et un caillot ou un tube ordinaire provenant à la fois du receveur et du donneur sont recommandés pour le typage et le croisement, à moins que le donneur n’ait été testé pour les anticorps auparavant, auquel cas seules les cellules du donneur provenant de l’échantillon EDTA sont nécessaires. On peut également utiliser des segments de tubes (« pigtails ») (figure 1) provenant de l’unité du donneur, à condition que la stérilité de l’unité reste intacte. Les échantillons doivent être exempts d’hémolyse et de lipémie.
Figure 1. « Les queues de cochon » de l’unité du donneur peuvent être utilisées pour déterminer le groupe sanguin et pour le croisement avec le receveur, tant que la stérilité de l’unité reste intacte. (Photo de Charlie Kerlee.)
Des kits commerciaux de typage sanguin sont disponibles pour les chiens et les chats et peuvent être utilisés pour sélectionner les donneurs potentiels et faire les sélections appropriées pour les croisements et les transfusions en fonction du groupe sanguin du receveur. Il existe par exemple des cartes de typage (DMS Laboratories) et une cartouche immunochromatographique (Alvedia) (tableau 1). Ces kits permettent de typer uniquement pour le DEA 1.1 chez le chien et pour les groupes A, B et AB chez le chat. Les cartes et la cartouche sont des méthodes de typage relativement simples, ne nécessitant que quelques minutes d’exécution, et comprennent un moyen d’effectuer un autocontrôle pour identifier les interférences potentielles dues à l’autoagglutination. En utilisant une réaction finale d’agglutination 2+ pour les cartes, une étude a obtenu trois réactions faussement négatives et cinq réactions faussement positives sur 88 échantillons de chiens testés.15 Ce problème aurait été corrigé.16 Dans la même étude, la cartouche n’a obtenu aucun résultat faussement négatif et six résultats faussement positifs. Un test de diffusion sur colonne de gel (DiaMed) utilisé dans cette étude n’est plus disponible sur le marché vétérinaire.
Tableau 1 : Sites web sélectionnés sur le typage sanguin et les produits sanguins
Des résultats erronés peuvent être obtenus en cas de non-respect des instructions du kit. L’autoagglutination et la contamination croisée par des bâtonnets utilisés précédemment peuvent provoquer des résultats faussement positifs avec les méthodes de typage sur carte. Des résultats faussement négatifs peuvent être obtenus avec du sang provenant d’animaux extrêmement anémiques (PCV < 10%) et d’une réaction prozone (excès d’anticorps par rapport à la quantité d’antigène présente).17
Une étude récente suggère qu’un kit de typage plus complet et plus étendu pourrait être disponible, permettant de typer les DEA 1.1, 3, 4, 7 et Dal.18 Une dilution appropriée pour le réactif de typage DEA 1.2 n’a pas été identifiée, et le DEA 5 n’a pas été inclus. Dans cette étude, 10 chiens ont reçu des transfusions compatibles avec DEA 1.1 et ont été soumis à une épreuve de compatibilité croisée avant et après les transfusions. Six des appariements croisés chez quatre des chiens auraient pu développer des anticorps d’après les résultats du typage, et quatre appariements croisés impliquant deux chiens sont devenus incompatibles 21 à 23 jours plus tard avec des forces de réaction allant de 3+ à 4+. Un troisième chien présentait une incompatibilité 1+ au jour 13 qui est devenue compatible au jour 50. Cinq paires d’appariements croisés chez quatre chiens ne devaient pas développer d’anticorps sur la base des résultats du typage étendu ; cependant, des résultats d’appariements croisés incompatibles majeurs ont été obtenus, avec des forces allant de 1+ à 3+ sur une période de deux à quatre semaines. Ces résultats incompatibles indiquent une sensibilisation à des antigènes non détectés par le processus de typage (par exemple DEA 5, 6, 8).
Même si ces méthodes de typage sont relativement simples, lisez attentivement les notices pour connaître les sources de résultats potentiellement erronés et suivez exactement les instructions. Lorsqu’un test de confirmation est nécessaire, par exemple pour sélectionner des donneurs permanents, pour vérifier des résultats douteux, ou au lieu d’un typage interne pour des chirurgies électives, on peut faire appel à des laboratoires extérieurs comme Animal Blood Resources International à Stockbridge, Michigan, ou le laboratoire d’hématologie et de transfusion de l’Université de Pennsylvanie. L’option du kit de typage sanguin étendu peut étendre ces possibilités à d’autres sites d’analyse.
Un test de compatibilité croisée majeur recherche la présence d’anticorps détectables, d’origine naturelle ou induite, dans le sérum du receveur contre les érythrocytes du donneur. Ce test doit être effectué chaque fois qu’un patient est susceptible de présenter des anticorps pertinents d’origine naturelle (chats), si les antécédents transfusionnels du patient sont inconnus, ou si une transfusion a eu lieu au moins deux à quatre jours auparavant, même si elle a été effectuée avec le même donneur.1,8,19,20 Des kits commerciaux de crossmatch sont disponibles auprès de DMS Laboratories.
Un crossmatch mineur teste si des anticorps détectables sont présents dans le plasma ou le sérum du donneur contre les érythrocytes du patient. Bien que considérées comme moins importantes, des réactions secondaires mineures se produisent occasionnellement. Les donneurs permanents peuvent être sélectionnés sur la base des réactifs de typage sanguin proposés dans le commerce et du dépistage des anticorps, afin de minimiser le risque de réaction secondaire mineure. Les kits de typage et de crossmatch fournissent généralement des contrôles pour exclure les réactions faussement positives en raison de l’autoagglutination ou affirment qu’il n’y a aucune interférence de celle-ci.
Un crossmatch sur lame est une méthode grossière de crossmatch qui doit être réservée aux situations d’urgence. Dans ce cas, le crossmatch majeur sur lame consiste à mélanger deux gouttes de plasma du receveur avec une goutte de sang du donneur à température ambiante sur une lame de verre propre et à observer l’agglutination en tournant la lame pendant une minute. Une épreuve de compatibilité croisée mineure peut être réalisée de la même manière en utilisant deux gouttes de plasma du donneur et une goutte de sang du receveur. Cependant, deux erreurs potentiellement graves peuvent se produire avec cette méthode. Premièrement, des réactions hémolytiques potentiellement mortelles peuvent être manquées car l’hémolyse est difficile à reconnaître avec cette méthode. Deuxièmement, cette procédure peut manquer des réactions de prozone où la présence d’un excès d’anticorps pour la quantité d’antigène peut entraîner un échec de l’agglutination.
Détecter une réaction de transfusion
Une réaction transfusionnelle hémolytique intravasculaire aiguë peut se produire chez les chats de type B recevant du sang de type A. Une réaction grave survient le plus souvent chez des chiens préalablement sensibilisés au sang DEA 1.1, mais elle a également été rapportée chez des chiens sensibilisés au DEA 4, Dal, ou à un type non identifié (non DEA 1.1, 1.2, 3, 4, 5, 7).1,4,5,7 Les signes associés aux réactions transfusionnelles hémolytiques aiguës commencent généralement immédiatement après le début de la transfusion et peuvent comprendre de la fièvre, une modification du rythme cardiaque, une hypotension, une dyspnée, une perte du contrôle de la vessie et des intestins, des vomissements, une hémoglobinémie et une hémoglobinurie21. Comme les cellules transfusées subissent une hémolyse, le volume globulaire (VGP) n’augmente pas. Les séquelles peuvent inclure une coagulation intravasculaire disséminée, une insuffisance rénale, un choc et la mort. La gravité de la réaction est associée au titre d’anticorps et à la quantité de sang transfusé. Si l’on constate l’un des signes au-delà de la fièvre, la transfusion doit être arrêtée et le traitement approprié doit être mis en place.
La demi-vie du sang compatible de type administré aux chiens et aux chats est d’environ trois et cinq semaines, respectivement. Les réactions transfusionnelles retardées sont plus insidieuses que les réactions aiguës et peuvent être négligées ou attribuées à d’autres événements, tels qu’une allergie liée à un antibiotique. Dans ces cas, le VPC peut s’élever comme prévu puis chuter au cours de plusieurs jours ou semaines. L’hémolyse étant extravasculaire, on peut noter un ictère et une hyperbilirubinurie.
Une première transfusion de type B à un chat de type A peut entraîner une réaction hémolytique retardée. Des réactions retardées peuvent également se produire chez les chiens recevant pour la première fois du sang DEA 1.1 ou DEA 7 qui sont négatifs pour ces antigènes, ainsi que chez les chiens préalablement sensibilisés à des antigènes plus faibles. Les donneurs considérés comme négatifs pour le DEA 1 peuvent en fait être du type DEA 1.2 si l’on se fie uniquement aux résultats du kit de typage interne. Idéalement, les donneurs permanents devraient bénéficier d’un typage complet et d’un dépistage des anticorps si possible. Les kits de typage interne DEA 1.1 devraient être réservés au dépistage des donneurs potentiels et au typage des receveurs nécessitant une thérapie transfusionnelle immédiate.
Un chien recevant un groupe sanguin apparié pour DEA 1.1 peut encore être mésapparié pour l’un des autres antigènes. Les donneurs universels ne doivent être positifs que pour DEA 4 car c’est un antigène commun et il n’induira une sensibilisation que chez les rares chiens qui en sont dépourvus. Cependant, il est important de se rappeler que le sang des donneurs universels n’est connu que pour être négatif pour les DEA 1.1, 1.2, 3, 5 et 7. Les insaisissables DEA 6 et 8 et plusieurs autres antigènes pour lesquels il n’existe pas de sérums de typage peuvent être présents sur les érythrocytes du donneur universel et sensibiliser un receveur négatif pour un ou plusieurs de ces antigènes. L’antigène Dal doit également être gardé à l’esprit lors de la transfusion de dalmatiens.
GUIDE POUR LE TYPAGE ET LE CROSSMATCHAGE DES CHIENS
Le crossmatching peut ne pas détecter de faibles concentrations d’anticorps ou prédire le potentiel de développement d’anticorps contre le sang non compatible. Les transfusions répétées peuvent être un événement rare dans certains cabinets, mais pour ceux qui ont un volume élevé de patients souffrant d’une maladie rénale chronique ou recevant une chimiothérapie ou ceux dont les propriétaires tenaces luttent contre une anémie hémolytique à médiation immunitaire persistante chez leurs animaux de compagnie, les transfusions répétées ne sont pas rares. Dans ces cas où des transfusions multiples sont prévues, la sélection des donneurs en fonction du groupe sanguin peut maximiser l’efficacité des transfusions.
Tableau 2 : Processus de typage et de croisement des chiens
Suivre quelques étapes faciles (tableau 2) peut vous aider à décider si un simple typage DEA 1.1 est suffisant ou si un typage plus complet est nécessaire et si le croisement des chiens pour minimiser les réactions transfusionnelles et la sensibilisation au sang transfusé est nécessaire. En bref, le sang apparié au type DEA 1.1 est suffisant pour un premier receveur nécessitant une thérapie transfusionnelle immédiate. Même si une sensibilisation se produit, les avantages de la transfusion l’emportent probablement sur la demi-vie plus courte des cellules transfusées. Le sang de donneur universel est recommandé comme premier choix chaque fois que cela est possible et, certainement, lorsque des transfusions répétées sont prévues. La compatibilité croisée ne sera pas utile chez un premier receveur (ou un receveur récent), mais elle est nécessaire si le receveur a reçu une transfusion quatre jours ou plus auparavant ou s’il s’agit d’un Dalmatien. Les antigènes communs qui font défaut chez un receveur sensibilisé peuvent rendre difficile la recherche de sang de donneur compatible. Dans ces cas, la compatibilité croisée avec des frères et sœurs ou des donneurs de même race a plus de chances de réussir.
Linda M. Vap, DVM, DACVP
Département de microbiologie, immunologie et pathologie
College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences
Colorado State University
Fort Collins, CO 80523
1. Hohenhaus AE. Importance des groupes sanguins et des anticorps de groupe sanguin chez les animaux de compagnie. Transfus Med Rev 2004;18(2):117-126.
2. Swisher SN, Young LE, Trabold N. Études in vitro et in vivo du comportement des systèmes érythrocyte-isoanticorps canins. Ann N Y Acad Sci 1962;97:15-25.
3. Symons M, Bell K. Expansion of the canine A blood group system. Anim Genet 1991;22(3):227-235.
4. Melzer KJ, Wardrop KJ, Hale AS, et al. Une réaction transfusionnelle hémolytique due aux allo-anticorps DEA 4 chez un chien. J Vet Intern Med 2003;17(6):931-933.
5. Hale AS. Les groupes sanguins canins et leur importance en médecine transfusionnelle vétérinaire. Vet Clin North Am Small Anim Pract 1995;25(6):1323-1332.
6. Wardrop K. Le typage sanguin clinique et la compatibilité croisée. In : Feldman BF, Zinkl JG, Jain NC, et al. Schalm’s veterinary hematology. 5th ed. Philadelphie, Pa : Lippincott Williams & Wilkins, 2000.
7. Blais MC, Berman L, Oakley DA, et al. Canine Dal blood type : a red cell antigen lacking in some Dalmatians. J Vet Intern Med 2007;21(2):281-286.
8. Giger U, Bucheler J, Patterson DF. Fréquence et hérédité des groupes sanguins A et B dans les races félines des États-Unis. J Hered 1991;82(1):15-20.
9. Giger U, Kilrain CG, Filippich LJ, et al. Fréquences des groupes sanguins félins aux États-Unis. J Am Vet Med Assoc 1989;195(9):1230-1232.
10. Giger U, Griot-Wenk M, Bucheler J, et al. Geographical variation of the feline blood type frequencies in the United States. Fel Pract 1991;19:21-26.
11. Forcada Y, Guitian J, Gibson G. Fréquences des groupes sanguins félins dans un hôpital de référence dans le sud-est de l’Angleterre. J Small Anim Pract 2007;48(10):570-573.
12. Bucheler J, Giger U. Alloanticorps contre les groupes sanguins A et B chez les chats. Vet Immunol Immunopathol 1993;38(3-4):283-295.
13. Bucheler J. Fading kitten syndrome and neonatal isoerythrolysis. Vet Clin North Am Small Anim Pract 1999;29(4):853-870.
14. Weinstein NM, Blais MC, Harris K, et al. Un groupe sanguin nouvellement reconnu chez les chats domestiques à poil court : l’antigène des globules rouges Mik. J Vet Intern Med 2007;21(2):287-292.
15. Seth MWS, Jackson KV, Giger U. Comparaison des techniques de colonne de gel, de carte et de cartouche pour le typage sanguin DEA 1.1 des chiens, in Proceedings. 26th Annu ACVIM Forum 2008 ; 775.
16. Marino B. DMS Laboratories Inc, Flemington, NJ : communication par courriel, 2009.
17. Notice d’emballage. Tests de détermination des groupes sanguins RapidVet-H canin (06/2009) et félin (09/2008). DMS Laboratories, Inc, Flemington, NJ. www.rapidvet.com.
18. Kessler RJ, Reese J, Chang D, et al. Dog erythrocyte antigens 1.1, 1.2, 3, 4, 7, and Dal blood typing and cross-matching by gel column technique. Vet Clin Pathol 2010 .
19. Giger U. Le typage sanguin et le crossmatching pour assurer des transfusions compatibles. In : Bonagura JD, ed. Kirk’s current veterinary therapy XIII. Philadelphie, Pa : WB Saunders, 2000;396-399.
20. Giger U. Blood-typing and crossmatching. In : Bonagura JD, Twedt DC, eds. Kirk’s current veterinary therapy XIV. St. Louis, Mo : Saunders Elsevier, 2009;260-265.
21. Brown D, Vap LM. Principes de la transfusion sanguine et de la compatibilité croisée. In : Thrall MA, Baker DC, Campbell TW, et al, eds. Veterinary hematology and clinical chemistry. Baltimore, Md : Lippincott Williams & Wilkins, 2004:795-798.